Comment compter les cellules et les noyaux dans des images de microscopie

Les façons de compter les cellules et les noyaux

Dans un champ dense, un modèle d’apprentissage profond sépare les noyaux qui se touchent bien mieux qu’un seuil. Vérifiez la licence de tout modèle pré-entraîné que vous utilisez : certains sont réservés à un usage non commercial.

Comment compter les noyaux dans ImageJ (Fiji)

1. Ouvrez l’image dans Fiji (CZI, ND2 et la plupart des formats de microscope s’ouvrent via Bio-Formats). Vérifiez l’échelle dans Image › Properties pour que les tailles soient exprimées en µm.
2. Ne gardez que le canal nucléaire (par exemple DAPI) : Image › Color › Split Channels, ou Image › Type › 8-bit pour une image à un seul canal.
3. Lissez légèrement avec Process › Filters › Gaussian Blur (sigma 1-2) pour réduire le bruit.
4. Seuillez avec Image › Adjust › Threshold (essayez Otsu ou Default), puis Apply pour créer un masque binaire.
5. Séparez les noyaux qui se touchent avec Process › Binary › Watershed.
6. Lancez Analyze › Analyze Particles avec une plage de tailles qui exclut les débris, et cochez Summarize et Display results. La fenêtre Summary indique le nombre ; le tableau Results liste la surface de chaque objet.

Pour de nombreuses images, enregistrez ces étapes avec Plugins › Macros › Record et exécutez la macro sur un dossier. Pour les cellules positives, mesurez l’intensité de chaque noyau dans le canal du marqueur et fixez un seuil.

Comment compter les noyaux et les cellules dans SlideScope (sans code)

1. Ouvrez l’image dans SlideScope, sous Windows ou sur Mac, et choisissez le champ, le plan ou la région à compter. Les grands plans sont analysés à résolution réduite : comptez donc une région d’une lame de plusieurs gigapixels.
2. Choisissez noyaux, cellules ou particules, ainsi que le moteur : les poids d’apprentissage profond InstanSeg pour les noyaux et les cellules, ou un seuillage classique avec sélection automatique d’Otsu, lissage et limites de surface.
3. Vérifiez la superposition et excluez tout objet mal segmenté.
4. Exportez un tableau d’objets en CSV, des contours GeoJSON (ils s’ouvrent dans QuPath), un masque étiqueté en TIFF et un résumé de méthodes, ou enregistrez les réglages comme recette et appliquez-la au premier plan de chaque image d’un dossier.

Les résultats comprennent les comptages, la densité par mm² chaque fois que la taille de pixel est enregistrée, la surface et la forme de chaque objet, l’intensité moyenne dans chaque canal et, en option, une classification positive au marqueur selon un ou deux canaux de marqueurs. La segmentation s’exécute sur votre propre ordinateur ; rien n’est téléversé. Plus de détails sur la page consacrée au comptage.

Lequel choisir

Pour quelques images de fluorescence propres, Fiji est gratuit et les étapes ci-dessus prennent quelques minutes. Pour les lames entières ou le scoring des cellules positives en IHC, QuPath est le choix gratuit de référence. Pour des milliers d’images dans un pipeline fixe, CellProfiler. Choisissez SlideScope si vous voulez compter, mesurer et visualiser dans une seule application de bureau, sans configuration ni scripts, pour les formats CZI, ND2, SVS, LIF et autres, avec des images qui restent sur votre propre ordinateur. Pour une liste plus large, consultez le comparatif des logiciels d’analyse d’images de microscopie.

Questions sur le comptage cellulaire

Sources

• Documentation ImageJ — Analyze Particles
• Documentation ImageJ — Watershed
• Documentation QuPath — Detecting cells
• CellProfiler
• Cellpose et StarDist
• InstanSeg